Determinación del potencial nematicida y nematostático in vitro de Pleurotus ostreatus (Jacq. ex Fr.) sobre larvas J2 de Globodera pallida (Stone)

Contenido principal del artículo

Maria Belén Arteaga
Carlos A Soria
Marí­a Eugenia Ordoñez

Resumen

Globodera pallida genera pérdidas de hasta el 30 % en el rendimiento del cultivo de papa en el Ecuador.  El control quí­mico de la plaga supone riesgos de toxicidad al suelo y para el agricultor. En este estudio se determinó el potencial nematicida y nematostático in vitro del micelio en agar agua y del filtrado del caldo de cultivo de Pleurotus ostreatus en medio Sabouraud sobre larvas J2 de G. pallida. En el efecto del micelio se observó un mayor porcentaje de nemátodos inmóviles (34 %) a las 24 horas de exposición, y el efecto nematicida más efectivo a las 72 horas, con una mortalidad del 80,3 %. No existió relación entre el porcentaje de J2 inmóviles, el tiempo de exposición y la concentración del filtrado en la actividad nematostática; sin embargo, el tratamiento con 100 % de concentrado y 8 h de exposición, dio como resultado un mayor porcentaje de nemátodos inmóviles (65,2 %). El efecto nematicida del filtrado a una concentración del 100 % y 24 horas de exposición, fue la más efectiva, con una tasa de mortalidad de larvas del 41,6 %. El micelio y el filtrado de P. ostreatus presentaron actividad nematostática y nematicida in vitro frente a larvas de G. pallida.

Descargas

La descarga de datos todavía no está disponible.

Detalles del artículo

Cómo citar
1.
Arteaga MB, Soria CA, Ordoñez ME. Determinación del potencial nematicida y nematostático in vitro de Pleurotus ostreatus (Jacq. ex Fr.) sobre larvas J2 de Globodera pallida (Stone). REMCB [Internet]. 25 de mayo de 2020 [citado 29 de marzo de 2024];41(1). Disponible en: https://remcb-puce.edu.ec/remcb/article/view/837
Sección
Artículos Científicos

Citas

Arntzen FK, Visser JHM, Hoogendoorn, J. 1993. Hatching of Globodera pallida juveniles by diffusate of potato genotypes, differing in tolerance to G. pallida. Annals of Applied Biology. 123(1):83- 91.

Aguilar Marcelino L, Sánchez J, Mendoza de Gives P. 2017. Uso biotecnológico de productos obtenidos a partir de Pleurotus spp. en el control de nematodos parásitos de importancia pecuaria. La biología, el cultivo y las propiedades nutricionales y medicinales de las setas Pleurotus spp. (1):297- 309.

Degenkolb T, Vilcinskas A. 2016. Metabolites from nematophagous fungi and nematicidal natural products from fungi as alternatives for biological control. Part II: metabolites from nematophagous basidiomycetes and non-nematophagous fungi. Applied Microbiology and Biotechnology. 100(9):3813–3824.

Farrer LA, Phillips MS. 1983. In vitro hatching of Globodera pallida in response to Solanum vernei and S. tuberosum × S. vernei hybrids. Revue de nématologie. 6(2):165-169.

Genier HA, De Freitas Soares EF, De Queiroz, JH, De Souza Gouveia A, Araújo JV, Braga FR, Kasuya MCM. 2015. Activity of the fungus Pleurotus ostreatus and of its proteases on Panagrellus sp. larvae. African Journal of Biotechnology. 14(17):1496–1503.

Heydari R, Pourjam E, Mohammadi Goltapeh E. 2006. Antagonistic effect of some species of Pleurotus on the root-knot Nematode, Meloidogyne javanica in vitro. Plant Pathology Journal. 5(2):173–177.

Huang X, Zhang K, Yu Z, Li G. 2015. Microbial control of phytopathogenic nematodes. En B. Lugtenberg (Ed.). Principles of Plant-Microbe Interactions. pp. 155–164.

Kwok OCH, Plattner R, Weisleder D, Wicklow DT. 1992. A nematicidal toxin from Pleurotus ostreatus NRRL 3526. Journal of chemical ecology, 18(2):127-136.

Li G, Zhang K. 2014. Nematode-toxic fungi and their nematicidal metabolites. In Nematode-Trapping Fungi; Zhang, K., Hyde, K., Eds. Dordrecht, The Netherlands. pp 313−375.

López Torres ME. 2013. Evaluación de genes de resistencia a virus y nematodos mediante marcadores moleculares en Solanum tuberosum ssp. tuberosum del banco de germoplasma de papas de la Universidad Austral de Chile (No. 635.217/ L864) Tesis de maestría.

Meyer SL, Huettel RN, Liu XZ, Humber RA, Juba J, Nitao JK. 2004. Activity of fungal culture filtrates against soybean cyst nematode and root- knot nematode egg hatch and juvenile motility. Nematology, 6(1):23-32.

Nayar JK, Crowder CG, Knight JW. 1991. In vitro development of Brugia pahangi and Brugia malayi in cultured mosquito thoraces. Acta tropica. 48(3):173-184.

Palizi P, Goltapeh EM, Pourjam E, Safaie N. 2009. Potential of oyster mushrooms for the biocontrol of sugar beet nematode (Heterodera schachtii). Journal of Plant Protection Research. 49(1):27–33.

Regaieg H, Ciancio A, Raouani NH, Grasso G, Rosso L. 2010. Effects of culture filtrates from the nematophagous fungus Verticillium leptobactrum on viability of the root-knot nematode Meloidogyne incognita. World J. Microbiol. Biotechnol. 26:2285−2289.

Revelo J. 2003. Manejo integrado del nematodo quiste de la papa (G. pallida) en Ecuador. XXXV Reunión Anual de la Organización de Nematólogos de los Trópicos Americanos. 27-28. Guayaquil.

Sierra J. 2014. Evaluación de la acción nematicida in vitro e in vivo de especies de Pleurotus spp., sobre los nematodos Meloidogyne spp. y Radopholus spp. asociados a los cultivos de tomate y plátano. Universidad Nacional de Colombia, Colombia. Tesis de Maestría.

Xiang N, Lawrence KS. 2016. Optimization of in vitro techniques for distinguishing between live and dead second stage juveniles of Heterodera glycines and Meloidogyne incognita. PloSone. 11(5):e0154818.